摘要 預(yù)先反復(fù)短暫低氧預(yù)適應(yīng)可使腦組織產(chǎn)生低氧適應(yīng)，可使其在后續(xù)的長時(shí)間
缺氧中得到保護(hù)。腦低氧預(yù)適應(yīng)是腦抗缺血或缺氧的一種內(nèi)源性保護(hù)現(xiàn)象。目前對
腦低氧預(yù)適應(yīng)的機(jī)制尚未最后闡明，文章對腦低氧預(yù)適應(yīng)現(xiàn)象及其可能機(jī)制的研究
進(jìn)展進(jìn)行了綜述。?

低氧預(yù)適應(yīng)(hypoxic preconditioning)是指1次或多次短暫、非致死性低氧刺激后
，機(jī)體獲得的對更嚴(yán)重甚至致死性缺血或缺氧的耐受性。預(yù)適應(yīng)是機(jī)體抗缺氧或缺
血的一種內(nèi)源性保護(hù)現(xiàn)象，它不僅存在于多種動(dòng)物的心臟，而且也存在于肝、腎和
腦等多種組織、器官和細(xì)胞中[1，2]。目前關(guān)于腦低氧預(yù)適應(yīng)現(xiàn)象及其機(jī)制的報(bào)道
較少，深入研究腦低氧預(yù)適應(yīng)機(jī)制并探討其臨床應(yīng)用價(jià)值，對治療腦血管病很有意
義。?

1 腦低氧預(yù)適應(yīng)現(xiàn)象?

1986年Schurr等[3]就發(fā)現(xiàn)大鼠海馬腦片低氧5 min后，其誘發(fā)電活動(dòng)在隨后長期低
氧作用后仍能恢復(fù)，而對照組則不能。Rising等[4]事先給小鼠經(jīng)90、120和150 s
 3次低氧(4.5%O2)預(yù)處理后，在致死量低氧作用下的存活時(shí)間由對照的(108±4) 
s延長到(403±42) s。Vannucci等[5]在37℃下低氧(8%O2)預(yù)處理出生6 d的大鼠2
.5 h，24 h后結(jié)扎單側(cè)頸總動(dòng)脈并且低氧(8%O2)處理2.5 h，在出生第30天經(jīng)神經(jīng)
病理分析發(fā)現(xiàn)，低氧預(yù)適應(yīng)組的14只大鼠中僅6只出現(xiàn)囊狀梗死，而未預(yù)適應(yīng)組的
13只大鼠都出現(xiàn)了梗死。?

2 腦低氧預(yù)適應(yīng)的可能機(jī)制

2.1 低氧誘導(dǎo)因子-1?

低氧誘導(dǎo)因子-1(hypoxia-inducible factor-1，HIF-1)是一種隨著細(xì)胞內(nèi)氧濃度
變化而調(diào)節(jié)基因表達(dá)的轉(zhuǎn)錄激活因子，是由氧調(diào)節(jié)亞單位HIF-1α和結(jié)構(gòu)亞單位HI
F-1β組成的異二聚體，具有DNA結(jié)合活性。HIF-1對低氧誘導(dǎo)基因，如促紅細(xì)胞生
成素、糖酵解酶和血管內(nèi)皮生長因子等的活化起關(guān)鍵作用。Bergeron等[6]通過對
新生大鼠腦低氧(8%O2)預(yù)處理3 h發(fā)現(xiàn)，低氧預(yù)處理可明顯提高HIF-1α和HIF-1β
的表達(dá)水平。大鼠腹腔內(nèi)注射HIF-1誘導(dǎo)劑氯化鈷(CoCl2，60 mg/kg)和去鐵銨(de
sferrioxamine，DFX，200 mg/kg)后1~3 h， HIF-1α和HIF-1β蛋白水平都升高。
大鼠經(jīng)CoCl2和DFX預(yù)處理24 h后缺血缺氧可分別較對照組發(fā)揮75%和56%的腦保護(hù)作
用。原代培養(yǎng)大鼠皮質(zhì)神經(jīng)元?jiǎng)儕Z糖氧30、60、90和120 min后，HIF-1DNA結(jié)合活
性增高，而預(yù)先剝奪糖氧60 min，48 h后再剝奪糖氧90 min，HIF-1的結(jié)合活性反
而降低[7]。以上這些研究表明，HIF-1參與了腦低氧預(yù)適應(yīng)的形成。?
2.2 一氧化氮?

一氧化氮(NO)參與血管舒縮的調(diào)節(jié)、免疫功能的調(diào)制和神經(jīng)信息的傳遞，是一種重
要的信使物質(zhì)。NO是由L-精氨酸經(jīng)一氧化氮合酶(NOS)催化生成的。NOS同工酶分為
神經(jīng)元型NOS(nNOS)、誘導(dǎo)型NOS(iNOS)和內(nèi)皮細(xì)胞型NOS(eNOS) 3種，其中nNOS和
eNOS的活性受鈣離子調(diào)節(jié)，合稱為結(jié)構(gòu)型NOS(constitutive NOS，cNOS)。Gidday
等[8]低氧(8%O2)預(yù)處理新生6 d大鼠3 h發(fā)現(xiàn)，這種處理可完全抵抗24 h后的缺血
缺氧性損害。如在新生6 d大鼠腦低氧預(yù)處理前0.5 h腹腔注射非選擇性NOS抑制劑
左旋硝基精氨酸(2 mg/kg)，給藥后0.5~3.5 h即可使cNOS 的活性抑制67%~81%，完
全阻斷了低氧預(yù)適應(yīng)的保護(hù)作用。但是，如果低氧預(yù)處理(本身可降低cNOS 活性5
8%~81%)前腹腔內(nèi)注射選擇性nNOS抑制劑7-硝基吲唑(40 mg/kg)，則不能影響低氧
預(yù)適應(yīng)引起的腦保護(hù)作用，這與給予iNOS抑制劑氨基胍(400 mg/kg)的結(jié)果相一致
。以上結(jié)果表明，NO對低氧耐受的誘導(dǎo)起重要作用。但是，有學(xué)者對nNOS和iNOS是
否參與了低氧預(yù)適應(yīng)卻提出了質(zhì)疑，認(rèn)為只有eNOS產(chǎn)生的NO介導(dǎo)了預(yù)適應(yīng)的保護(hù)效
應(yīng)。?

2.3 腺苷?

腺苷是一種在缺血缺氧時(shí)高能磷酸鹽分解產(chǎn)生的內(nèi)源性復(fù)合物。腺苷A1受體激動(dòng)劑
可以縮小梗死體積，減慢缺血早期的能量代謝，并有利于缺氧預(yù)適應(yīng)后突觸功能的
恢復(fù)[9]，而腺苷受體拮抗劑則可以阻止預(yù)適應(yīng)的形成。Zhang等[10]分別采用酶學(xué)
方法和放射性配體結(jié)合方法分析了昆明小鼠腺苷含量和腺苷A1受體，發(fā)現(xiàn)經(jīng)4次低
氧預(yù)處理組海馬腺苷含量明顯高于正常對照組和只用1次低氧預(yù)處理組，而腺苷A1
受體密度低于正常對照組，與僅用1次低氧預(yù)處理組的相同；4次低氧預(yù)處理組海馬
、腦橋、延髓等腦區(qū)腺苷A1受體的親和力高于正常對照組，表明低氧預(yù)處理可以阻
止一些腦區(qū)內(nèi)的腺苷A1受體密度的進(jìn)一步下降，使腺苷A1受體的親和力升高。上述
結(jié)果提示，低氧預(yù)適應(yīng)可使海馬腺苷濃度升高，并通過A1受體發(fā)揮神經(jīng)保護(hù)作用。
?

2.4 興奮性氨基酸?

中樞神經(jīng)系統(tǒng)內(nèi)含有大量興奮性氨基酸(EAA)，幾乎所有的神經(jīng)元都含有谷氨酸受
體，藥理學(xué)上把谷氨酸受體分為NMDA受體、AMPA受體、紅藻氨酸受體、代謝型谷氨
酸受體和L-AP4受體等5型，前3種都是谷氨酸門控的陽離子通道(離子型受體)，后
2種受體合稱非NMDA受體。任何引起EAA濃度異常增高的病理變化都會(huì)引起興奮毒性
。EAA與低氧預(yù)適應(yīng)是否有關(guān)尚待進(jìn)一步研究證實(shí)。Nakata等[11]用微透析測定方
法表明，低氧預(yù)處理并不改變腦內(nèi)包括EAA在內(nèi)的任何氨基酸含量，從而認(rèn)為預(yù)處
理導(dǎo)致的低氧耐受與EAA無關(guān)。Xie等[12]用小鼠研究外源離子型NMDA受體激動(dòng)劑天
門冬氨酸和抑制劑氯氨酮對低氧預(yù)適應(yīng)的效應(yīng)，并用高效液相色譜法測定低氧預(yù)處
理時(shí)小鼠整個(gè)大腦和不同腦區(qū)內(nèi)源性EAA(天門冬氨酸和谷氨酸)濃度的變化，結(jié)果
發(fā)現(xiàn)，天門冬氨酸和氯氨酮分別顯著地縮短和延長了小鼠的標(biāo)準(zhǔn)耐受時(shí)間；缺氧1
次后EAA的濃度升高，而4次缺氧后預(yù)適應(yīng)EAA濃度保持不變，甚至下降。這表明離
子型NMDA受體的激活不利于低氧預(yù)適應(yīng)的形成，而抑制其受體則有利于低氧預(yù)適應(yīng)
的形成；EAA的降解或失活對小鼠低氧耐受的形成可能有益。?

2.5 腫瘤壞死因子-α和神經(jīng)酰胺?

神經(jīng)鞘磷脂的代謝產(chǎn)物神經(jīng)酰胺(ceramide)是腫瘤壞死因子-α(TNF-α)介導(dǎo)的眾
多效應(yīng)中的第二信使。Liu等[13]對培養(yǎng)大鼠皮質(zhì)神經(jīng)元的研究發(fā)現(xiàn)，低氧預(yù)處理
有保護(hù)作用，這種保護(hù)作用可被TNF-α預(yù)處理所替代，TNF-α中和抗體可削弱此保
護(hù)作用。低氧預(yù)適應(yīng)和TNF-α預(yù)處理可使細(xì)胞內(nèi)神經(jīng)酰胺水平升高2~3倍，與耐受
狀態(tài)一致。煙曲霉毒素B1是一種神經(jīng)酰胺合酶抑制劑，可減輕神經(jīng)酰胺的上調(diào)。如
在缺氧損傷前將C2-神經(jīng)酰胺加入培養(yǎng)基中可模擬低氧預(yù)適應(yīng)的效應(yīng)。上述結(jié)果表
明，低氧預(yù)適應(yīng)是通過TNF-α觸發(fā)而合成神經(jīng)酰胺所介導(dǎo)的。Chen等[14]在結(jié)扎出
生7 d大鼠右側(cè)頸總動(dòng)脈的同時(shí)低氧(8%)預(yù)處理2 h，30 min后心室內(nèi)注射C2-神經(jīng)
酰胺(150 mg/kg)，5 d后測定梗死體積，發(fā)現(xiàn)C2-神經(jīng)酰胺可使缺血缺氧引起的大
腦損傷(梗死體積)較對照組縮小45%~65%，且Bcl-2和Bcl-xl水平升高，TUNEL陽性
細(xì)胞數(shù)明顯減少，表明神經(jīng)酰胺對未成熟大鼠大腦有神經(jīng)保護(hù)作用。因此認(rèn)為，神
經(jīng)酰胺參與了低氧預(yù)適應(yīng)的形成。?

2.6 自由基及其清除系統(tǒng)?

自由基是具有未配對電子的原子或原子團(tuán)。腦缺血缺氧時(shí)，活性氧產(chǎn)生過多，自由
基生成，細(xì)胞膜磷脂受其攻擊導(dǎo)致脂質(zhì)過氧化，細(xì)胞膜流動(dòng)性降低、通透性增高，
線粒體腫脹，溶酶體受損并釋放等一系列變化。Duan等[15]比較自由基清除系統(tǒng)的
變化發(fā)現(xiàn)，與未預(yù)處理組相比，僅低氧處理1次組整個(gè)腦區(qū)的超氧化物歧化酶(SOD
)和谷胱甘肽過氧化物酶的活性明顯降低，而海馬脂質(zhì)過氧化物的濃度明顯升高。
但是經(jīng)低氧處理4次后，它們的水平趨向于恢復(fù)至正常對照組水平，提示氧自由基
和它們的特異清除酶參與了低氧耐受形成。Rauca等[16]對成年雄性Wistar大鼠作
低氧預(yù)處理(9%O2，91%N2)1 h發(fā)現(xiàn)，可阻止戊四氮的致癇作用，而用自由基清除劑
PBN能阻止這種低氧預(yù)適應(yīng)的保護(hù)作用。Garnier等[17]事先用低氧(4%O2)處理沙土
鼠后恢復(fù)常氧48 h或7 d，發(fā)現(xiàn)海馬MnSOD有漸進(jìn)而持續(xù)的表達(dá)。以上研究表明，自
由基及其內(nèi)源性清除酶系統(tǒng)參與了低氧預(yù)適應(yīng)的形成和發(fā)展。?

2.7 其他機(jī)制?

預(yù)適應(yīng)可以降低細(xì)胞能量代謝。有實(shí)驗(yàn)表明，抑制線粒體復(fù)合物Ⅰ、Ⅱ可以形成預(yù)
適應(yīng)，并可試用于提高機(jī)體的缺氧耐受能力[18]。低氧預(yù)適應(yīng)引起的神經(jīng)保護(hù)作用
可以被放線菌酮(一種蛋白合成抑制劑)和放線菌素D(一種RNA合成抑制劑)所抑制，
表明在低氧預(yù)適應(yīng)中有新的基因表達(dá)產(chǎn)物形成[19]。熱休克蛋白(HSP)是應(yīng)激反應(yīng)
蛋白家族中的一員，Wada等[20]用高溫(41℃)預(yù)處理15 min和低氧(8%)預(yù)處理新生
大鼠3 h，24 h后予缺血處理，發(fā)現(xiàn)高溫和低氧預(yù)處理后都不檢測到HSP72，只是缺
氧缺血損害本身可誘導(dǎo)背側(cè)紋狀體、丘腦(輕度)和海馬HSP72的表達(dá)，因此認(rèn)為HS
P72似與耐受無關(guān)。Garnier等[17]也發(fā)現(xiàn)，沙土鼠低氧預(yù)處理后海馬未見HSP72表
達(dá)。星形細(xì)胞則參與細(xì)胞間液中K+代謝的調(diào)節(jié)和利用，維持神經(jīng)元生存微環(huán)境的穩(wěn)
定，分泌神經(jīng)營養(yǎng)因子，如神經(jīng)生長因子，從而參與了預(yù)適應(yīng)保護(hù)機(jī)制。Garnier
等[17]用免疫組化和免疫印跡法檢測膠質(zhì)纖維酸性蛋白，并用免疫組化檢測isole
ctin B4的表達(dá)，結(jié)果表明沙土鼠低氧處理與小膠質(zhì)細(xì)胞激活無關(guān)，而星形細(xì)胞卻
明顯被激活。?

3 腦低氧預(yù)適應(yīng)的應(yīng)用前景?

雖然腦低氧預(yù)適應(yīng)的機(jī)制尚不十分清楚，但是預(yù)適應(yīng)的效應(yīng)提示腦組織具有自身保
護(hù)機(jī)制。如能對腦低氧預(yù)適應(yīng)過程中產(chǎn)生的某些物質(zhì)進(jìn)行分離、純化，試用于卒中
和其他缺血缺氧性疾病的治療中，也許將提高腦神經(jīng)元等組織對缺血缺氧的耐受性
，延長治療時(shí)間窗，減輕后遺癥，并為腦損傷等疾病的防治提供新的選擇。 

參  考  文  獻(xiàn)
1 Webster KA, Discher DJ, Bishopric NH. Cardioprotection in an in vitro
 model of hypoxic preconditioning. J Mol Cell Cardiol, 1995, 27(1): 453
-458.?

2 Heurteaux C, Lauritzen I, Widmann C, et al. Essential role of adenosi
ne, adenosine A1 receptors, and ATP-sensitive K+ channels in cerebral i
schemic preconditioning. Proc Natl Acad Sci USA, 1995, 92(10): 4666-467
0.?

3 Schurr A, Reid KH, Tseng MT, et al. Adaptation of adult brain tissue 
to anoxia and hypoxia in vitro. Brain Res, 1986, 374(2): 244-248.?

4 Rising CL, D’Alecy LG. Hypoxia-induced increases in hypoxic toleranc
e
 augmented by β-hydroxybutyrate in mice. Stroke, 1989, 20(9): 1219-122
5.?
5 Vannucci RC, Towfighi J, Vannucci SJ. Hypoxic preconditioning and hyp
oxic-ischemic brain damage in the immature rat: pathologic and metaboli
c correlates. J Neurochem, 1998, 71(3): 1215-1220.?

6 Bergeron M, Gidday J M, Yu AY, et al. Role of hypoxia-inducible facto
r-1 in hypoxia-induced ischemic tolerance in neonatal rat brain. Ann Ne
urol, 2000, 48(3): 285-296.?

7 Ruscher K, Isaev N, Trendelenburg G, et al. Induction of hypoxia indu
cible factor 1 by oxygen glucose deprivation is attenuated by hypoxic p
reconditioning in rat cultured neurons. Neurosci Lett, 1998, 254(2): 11
7-120.?

8 Gidday JM, Shah AR, Maceren RG, et al. Nitric oxide mediates ?cerebr
al? ischemic tolerance in a neonatal rat model of hypoxic precondition
ing. J Cereb Blood Flow Metab, 1999, 19(3): 331-340.?

9 Perez Pinzon MA, Mumford PL, Rosenthal M, et al. Anoxic preconditioni
ng in hippocampal slices: role of adenosine. Neuroscience, 1996, 75(3):
 687-694.?

10 Zhang WL, Lu GW. Changes of adenosine and its A(1) receptor in hypox
ic preconditioning. Biol Signals Recept, 1999, 8(4-5): 275-280.?

11 Nakata N, Kato H, Kogure K. Ischemic tolerance and extracellular ?a
mino? acid concentrations in gerbil hippocampus measured by intracereb
ral microdialysis. Brain Res Bul, 1994, 35(3): 247-251.?

12 Xie J, Lu G, Hou Y. Role of excitatory amino acids in hypoxic precon
ditioning. Biol Signals Recept, 1999, 8(4-5): 267-274.?

13 Liu J, Ginis I, Spatz M, et al. Hypoxic preconditioning protects cul
tured neurons against hypoxic stress via TNF-α and ceramide. Am J Phys
iol Cell Physiol, 2000, 278(1): C144-C153.?

14 Chen Y, Ginis I, Hallenbeck JM. The protective effect of ceramide in
 immature rat brain hypoxia-ischemia involves up-regulation of bcl-2 an
d reduction of TUNEL-positive cells. J Cereb Blood Flow Metab, 2001, 21
(1): 34-40.?

15 Duan C, Yan F, Song X, et al. Changes of superoxide dismutase, gluta
thione perioxidase and lipid peroxides in the brain of mice preconditio
ned by hypoxia. Biol Signals Recept, 1999, 8(4-5): 256-260.?

16 Rauca C, Zerbe R, Jantze H, et al. The importance of free hydroxyl r
adicals to hypoxia preconditioning. Brain Res, 2000, 868(1): 147-149.?

17 Garnier P, Demougeot C, Bertrand N, et al. Stress response to hypoxi
a in gerbil brain: HO-1 and MnSOD expression and glial activation. Brai
n Res, 2001, 893(1-2): 301-309.?

18 Riepe MW, Ludolph AC. Chemical preconditioning: a cytoprotective str
ategy. Mol Cell Biochem, 1997, (1-2): 249-54.?

19 Gage AT, Stanton PK. Hypoxia triggers neuroprotective alterations in
 hippocampal gene expression via a heme-containing sensor. Brain Res, 1
996, 719(1-2): 172-178.?